miércoles, 24 de abril de 2013

TINCION DE BAAR


                    Tinción de Ziehl Neelsen

La tinción de Ziehl-Neelsen(BAAR) es una técnica de tinción diferencialrápida y económica, para la identificación de microorganismos patógenos, por ejemplo M. tuberculosis .Fue descrita por primera vez por dos médicos alemanes, Franz Ziehl (1859 a1926), un bacteriólogo y Friedrich Neelsen (1854 to 1894), un patólogo.
1.- Fundamento
Este método se basa en que las paredes celulares de ciertos parásitos ybacterias contienen ácido graso|ácidos grasos (por ejemplo, el ácido micólico)de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad deresistir la decoloración con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantesbásicos. Por esto se denominan ácido-alcohol resistencia|bacilos ácido-alcoholresistentes o BAAR. Las Mycobacterium|micobacterias como
Mycobacteriumtuberculosis|M. tuberculosis y Mycobacterium marinum|M. marinum y losparásitos coco (bacteria)|coccídeos como Cryptosporidium se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia. La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la paredbacteriana que contiene ceras.
2.- Técnica
Esta técnica puede realizarse tanto en muestras histológicas como citológicas.
2.1 - Variante histológica
Para demostrar la presencia de BAAR en cortes de tejido en parafina. Losreactivos necesarios para su realización son los siguientes:
Ø  Ácido periódico 5%
Ø  Carbol fucsina de Ziehl (fucsina fenicada). Preparar mezclando en elorden dado:
a)     a)0,5 g fucsina básica
b)     b)50 cc agua destilada
c)     c)5 cc etanol absoluto
d)     d)2,5 g cristales de fenol derretidos
Ø  Hematoxilina
a)     Alcohol ácido 1%:

        b) Alcohol de 70º

·         Ácido clorhídricoEl procedimiento es el siguiente:

·         Desparafinar e hidratar los cortes

·         Ácido periódico 5%, 10 min

·         Lavar con agua destilada

·         Fucsina fenicada, 15 min

·         Decolorar en alcohol ácido al 1%

·         Lavar con agua destilada

·         Hematoxilina, 10 min

·         Azulidificar con, por ejemplo, carbonato de litio

·         Deshidratar, aclarar y montar preparaciones

cultivos


                              Cultivo 
H. pylori crece en medios de cultivo artificiales con suplemento de sangre o derivados, después de 3 a 5 días de incubación en atmósfera microaerofílica y a 35ºC.


Contaminación de las placas de cultivo con diferentes microorganismos

 

Cuando se realiza la siembra de una biopsia gástrica es recomendable la utilización de medios selectivos que contengan antibióticos. En la imagen se puede observar una placa de cultivo no selectiva en la que el crecimiento masivo de diferentes microorganismos impide el crecimiento de H. pylori.

Método de dilución en agar

 

En el método de dilución en agar se incluye el antibiótico diluido en el medio de cultivo. En cada placa se puede colocar de 25 a 45 gotas de la suspensión bacteriana y se puede hacer con diferentes cepas, utilizando un replicador de Steer. En la imagen se puede observar una placa en la que cada uno de los botones corresponde a una cepa inoculada de Helicobacter pylori. 


TINCION
Foto 13.- Hematoxilina-eosina, 40X. Zonas de actividad, neutrófilos en la lámina propia y en las células epiteliales de las glándulas gástricas.

Foto 14.- Hematoxilina-eosina 40X. Gastritis crónica folicular. Se observa un folículo linfoide con centro germinal hiperplásico.

Foto 15.- Tinción de Genta, 100X, inmersión en aceite. Numerosos bacilos de Helicobacter pylori en el moco del epitelio de superficie, se tiñen de color negro.


pruebas bioquimicas



PRUEBAS BIOQUÍMICAS

PRUEBAS
H. PILORY
Catalasa
+
Oxidasa
+
NO3-NO2
+
Movilidad
+
H2S (TSI)
-
Hidrólisis del hipurato
-
Ureasa
-
Cefalotina acida
S
Acido Nalidixico
R
DNasa
+